Quinolonas: acción y mecanismos de resistencia.

 

 Introducción: acción, farmacocinetica y farmacodinamia. 

Las quinolonas son junto a los betalactámicos los antibióticos de mayor uso, y las tasas de resistencia a los mismos han aumentado mucho en los últimos años en prácticamente todo el mundo.

Para comprender el mecanismo de acción de las quinolonas, debe conocerse la función de dos enzimas bacterianas importantes, que son la ADN Girasa y la ADN Topoisomerasa IV. La ADN Girasa controla el super-enrollamiento del ADN, disminuyendo la presión conformacional que se resulta de las traslocación de los complejos de transcripción y replicación a lo largo del ADN. La Topoisomerasa IV es una enzima homóloga de la ADN Girasa, con la cual comparte importantes aspectos estructurales y funcionales; su diferencia básica estriba en que la Topoisomerasa IV no mediaría el enrollamiento del ADN, sino que favorecería la separación (“desencadenamiento”) de los cromosomas aún ligados tras la replicación del ADN. Estas enzimas son esenciales para el crecimiento y la división celular y ambas son heterotetraméricas, presentando cada una dos tipos diferentes de subunidad: En el caso de la ADN Girasa, se trata de dos unidades tipo A y dos de tipo B (GyrA y GyrB); la topoisomerasa tiene dos subunidades de tipo C y dos de tipo D (ParC y ParE).

Para ejercer su efecto citotóxico las quinolonas deben penetrar a través de la membrana bacteriana y alcanzar su diana celular, la DNA girasa o la topoisomerasa IV, e inducir la muerte de la célula. Las quinolonas ejercen una rápida y eficaz inhibición de la síntesis de ADN al bloquear la reacción de super-enrollamiento catalizada por la ADN Girasa, lo cual resulta en una clara actividad bactericida, a la cual contribuye notablemente la inhibición adicional de la Toposisomerasa IV. De manera general, puede afirmarse que el grado de inhibición de la ADN Girasa se correlaciona con la actividad de las quinolonas contra bacterias Gram negativas, mientras que el grado de inhibición de la Topoisomerasa IV se correlaciona con la actividad contra bacterias Gram positivas.

Al igual que ocurre con otros antimicrobianos, como los aminoglucósidos, la actividad de las quinolonas es concentración-dependiente; en otras palabras, tal actividad no depende tanto de la exposición total de las bacterias a estos agentes, sino de la exposición de las mismas a cierto umbral de concentración, por debajo del cual la actividad desaparece casi por completo. Este aspecto es muy relevante, porque al decidir un esquema terapéutico, el mismo debe basarse en la administración de quinolonas en dosis tan altas como sea posible sin que aparezcan reacciones adversas importantes; debe destacarse que el uso de dosis altas también es deseable para evitar la resistencia bacteriana.
Las quinolonas presentan efecto post-antibiótico, aunque es relativamente breve (1 – 2 h). Se ha descrito sinergismo de las quinolonas con otros antimicrobianos, pero la magnitud e incluso la aparición del mismo es prácticamente imposible de predecir.

La vida media de las quinolonas varía mucho con el representante, con un rango que va desde poco más de una hora hasta más de 16 horas; en razón de esto, se suelen administrar una o dos veces al día.  En general, las quinolonas se excretan por vía renal, pero algunos agentes, como la moxifloxacina,  presentan eliminación hepática. La ciprofloxacina se elimina por metabolismo en un 15-30 %.  La distribución de las quinolonas es muy amplia, alcanzando niveles importantes en casi todos los tejidos y fluidos corporales, con excepción del líquido cefalorraquídeo, la grasa y el ojo. Su penetración es particularmente buena con respecto al tejido renal.

 

 

 Clasificación y actividad antimicrobiana. 

La clasificación de las quinolonas está muy relacionada con el espectro antimicrobiano de las mismas. Las de primera generación tienen solo moderada acción contra bacterias Gram negativas y por eso son poco usadas en la actualidad; esta acción contra Gram negativos es sustancialmente mayor en los agentes de la segunda generación, los cuales además también tienen efecto sobre ciertos patógenos nosocomiales: la ciprofloxacina es activa contra Pseudomonas aeruginosa.
Los agentes de tercera y cuarta generación retienen el espectro de los de segunda generación, pero además tienen actividad clínicamente significativa contra Gram positivos (Estreptococos, Estafilococos, Enterococos); la diferencia básica entre estas dos generaciones está dada por la cobertura que ofrecen los agentes de cuarta generación contra los anaerobios.

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En razón del espectro antimicrobiano descrito y de sus características farmacocinéticas, el uso clínico más importante de las quinolonas es el tratamiento de infecciones urinarias, complicadas o no, incluso considerándose como de primera elección, a la par que la combinación trimetoprim-sulfametoxazol.

Otros usos clínicos de las quinolonas incluyen el tratamiento de diversas infecciones de tejidos blandos, infecciones óseas (osteomielitis), infecciones respiratorias comunitarias o nosocomiales, infecciones intraabdominales y ciertas enfermedades de transmisión sexual (uretritis/cervicitis por Neisseria gonorrhoeae, chancroide por Haemophilus ducreyi, infección por Chlamydia trachomatis). En el caso de las infecciones respiratorias, las quinolonas son particularmente útiles si las mismas son causadas por agentes atípicos, como Chlamydia pneumoniae, Legionella pneumophila o Mycoplasma pneumoniae.
También pueden ser útiles en infecciones graves por S. pneumoniae resistente a Betalactámicos y como drogas de segunda línea en el tratamiento de la tuberculosis.

 

 

 Mecanismos de resistencia. 

Las bacterias resistentes a las quinolonas aparecen en clínica como resultado de la terapia con estos agentes. Su efecto citotóxico depende de que penetren a través de la membrana bacteriana y alcancen su diana celular (DNA girasa o topoisomerasa IV) para inducir la muerte de la célula. En principio, las resistencias a las quinolonas pueden deberse a mutaciones que afecten cualquier paso de este proceso. Así, los mecanismos de resistencia bacteriana a las quinolonas pueden agruparse en diferentes categorías:

  1. Resistencias de tipo cromosómico que dan lugar a mutaciones en segmentos definidos de los genes que codifican la DNA girasa (especialmente en la subunidad A) y la topoisomerasa IV, dando lugar a las QRDR (del inglés “Quinolone Resistance-Determining Region“).
  2. Resistencias por alteraciones en la membrana externa bacteriana que disminuyen la penetración intracelular del fármaco. Estas modificaciones se originan en alteraciones de los genes que codifican los canales de las porinas, lo que impide la entrada del quimioterápico en la bacteria.
  3. Resistencias basadas en la expulsión del antibacteriano desde el medio intracelular al extracelular por acción de transportadores endógenos activos.
  4. Resistencias mediadas por plasmidos: Qnr, AAC(6’)-Ib-cr, QepA, “slow growth”.
  5. Transferencia de fragmentos de los genes gyrA y/o parC.

 

 Enterobacterias 

Normalmente la resistencia clínica en enterobacterias se alcanza por una acumulación de mutaciones en los genes de las topoisomerasas, fundamentalmente gyrA y parC, que provocan incrementos adicionales en las CMI de las quinolonas. Estas mutaciones darán lugar a topoisomerasas con menor afinidad por las quinolonas que se traducen en un aumento de los valores de CMI de todos estos compuestos. El nivel de resistencia es variable, dependiendo de la diana afectada y del número de mutaciones acumuladas. En general, en las enterobacterias, una única mutación en gyrA es suficiente para provocar resistencia a ácido nalidíxico y una disminución de la sensibilidad al resto de las fluoroquinolonas que presentarían valores de CMI entre 0,125 y 1 mg/L (sensible según puntos de corte del CLSI). Sin embargo, mutaciones adicionales en gyrA y parC aumentarán progresivamente esos valores de CMI, aunque no de forma uniforme en todas las fluoroquinolonas. Mucho menos frecuentes son las mutaciones descritas en gyrB y parE.

Otros mecanismos de resistencia como la hiperexpresión de bombas de expulsión activa o las alteraciones de las porinas causan un nivel de resistencia bajo, pero la resistencia puede incrementarse si se asocia una mutación en gyrA.

Desde 1998 se empezaron a describir mecanismos de resistencia de origen plasmídico, como la protección de la diana por proteínas Qnr, la modificación de las  quinolonas por la acetiltransferasa AAC(6’)-Ib-cr, o las bombas de expulsión activa QepA y OqxAB. Las proteínas Qnr, pertenecientes a la familia de los pentapéptidos repetidos. Hasta la fecha se han descrito varios tipos de Qnr codificados por genes de origen plasmídico: qnrA, qnrB, qnrC, qnrD y qnrS. Su mecanismo de acción, basado en la protección de la ADN-girasa y de la topoisomerasa IV, se ha estudiado con mucho detalle en cepas que poseen el gen qnrA1, y se presume un modo de acción similar para el resto de las proteínas Qnr. El nivel de resistencia que causa Qnr es moderado, y no produce por si solo plena resistencia según los puntos de corte del CLSI para enterobacterias.

En 2005 se demostró la modificación enzimática de algunas quinolonas mediante una acetiltransferasa codificada por un gen plasmídico variante del gen aac(6’)-Ib (responsable de resistencia a kanamicina, tobramicina y amikacina) que se denominó aac(6’)-Ib-cr (de ciprofloxacin resistance). Esta acetiltransferasa aumenta en 3-4 veces las CMI de algunas quinolonas como ciprofloxaciona y norfloxacina.

En 2002 se describe el sistema de expulsión activa de codificación plasmídica QepA (quinolone-efflux-pump). Causa un aumento moderado en el nivel de resistencia a norfloxacina y ciprofloxacina, y no afecta de forma significativa al ácido nalidíxico ni al resto de las fluoroquinolonas.

 

 Bacilos Gram negativos no fermentadores 

En el caso de algunas especies como A. baumannii o P. aeruginosa, presentan un nivel basal de resistencia natural superior al de las enterobacterias por una menor permeabilidad de la membrana o por una mayor importancia de las bombas de expulsión, por ello un número menor de mutaciones en las topoisomerasas puede causar resistencia a fluoroquinolonas. Una porina bien estudiada es la OprD de Pseudomonas aeruginosa. En un principio esta porina fue identificada como una proteína que se perdía cuando aislados clínicos de P. aeruginosa se volvían resistentes a imipenem. Trias et al. demostraron que OprD era una porina específica que unía aminoácidos básicos, dipéptidos con un residuo básico e imipenem y carbapenemes relacionadas, incluyendo meropenem. Es conocido el especial riesgo en P. aeruginosa de selección de mutantes resistentes tras tratamiento con  fluoroquinolonas.

La resistencia a quinolonas en S. maltophilia presenta características particulares, fundamentalmente en el hecho de que las mutaciones en los genes de las topoisomerasas no parecen jugar un papel importante. Mayor relevancia tienen las bombas de expulsión activa o la disminución de la permeabilidad en la resistencia a estos agentes. También se ha descrito un gen qnr cromosómico denominado Smqnr. Todo ello puede explicar un fenotipo inusual en gramnegativos pero frecuente en S. maltophilia, consistente en sensibilidad a ácido nalidíxico y resistencia a ciprofloxacina, lo que no implica resistencia al resto de las fluoroquinolonas, como levofloxacina.

 

 Cocos Gram positivos. 

Estudios en Staphylococcus aureus Streptococcus pneumoniae demostraron que las primeras resistencias aparecen por mutaciones producidas en la topoisomerasa IV, mientras que las mutaciones en la girasa proporcionan resistencias adicionales, a diferencia de lo que ocurre en los Gram negativos. De este modo, en S. aureus la topoisomerasa IV (cuyas subunidades se conocen como GrlA y GrlB en esta especie) es la primera diana de las quinolonas. En S. pneumoniae la actividad bactericida puede producirse sobre la girasa, la topoisomerasa IV o ambas, dependiendo de la estructura de la quinolona.
En S. aureus algunas de las resistencias pueden asociarse a un aumento de la transcripción del gen norA. El gen norA codifica las proteínas de membrana participantes en los procesos de expulsión, que pueden dar lugar a resistencias en S. aureus. El efecto de la expresión del gen norA sobre la actividad de las quinolonas depende de su afinidad por el transportador norA, que se manifiesta fundamentalmente para las fluoroquinolonas hidrofílicas y confiere bajo grado de resistencia.

En fecha reciente también se ha descrito un mecanismo de expulsión como causa de bajo grado de resistencia a las quinolonas en S. pneumoniae. A la bomba causante de esta acción se la ha denominado bomba PmrA (del inglés “pneumococcal multidrug resistance protein”). Se trata también de una proteína asociada a la membrana que se inhibe con reserpina, aunque las bases genéticas de este mecanismo no se conocen.

Otro mecanismo de resistencia bacteriana a quinolonas, descrito hasta ahora únicamente en Streptococcus pneumoniae y Streptococcus grupo viridans (entre los cocos positivos), se basa en la incorporación vía transformación, de fragmentos de los genes gyrA y parC, incluidos aquellos que contienen la región determinante de resistencia a quinolonas (RDRQ) . Estudios realizados in vitro demostraron que esta resistencia podía ser transferida de  S. viridans a S. pneumoniae y viceversa.

El principal mecanismo de acción de las quinolonas en Enterococcus spp. es la inhibición de ADN- girasa y topo-isomerasa IV y la resistencia ocurriría por mutaciones en los genes que codifican para la síntesis de estas enzimas.

 

 Neisserias. 

La resistencia a las fluoroquinolonas en N. gonorrhoeae ocurre fundamentalmente por mutaciones en los genes gyrA, gyrB y parC , que condicionan cambios en la secuencia de aminoácidos en las subunidades GyrA y GyrB de la topoisomerasa II (ADN-girasa) y en la subunidad ParC de la topoisomerasa IV.

Las mutaciones en gyrB tienen poca trascendencia, pues confieren resistencia de bajo nivel al ácido nalidíxico. Por el contrario, tienen especial trascendencia las mutaciones en los genes gyrA y parC de N. gonorrhoeae, pues confieren resistencia clínica a las fluoroquinolonas. Las mutaciones en parC sólo se presentan en cepas que tienen a su vez, como mínimo, una mutación en gyrA, y de alguna manera suponen un aumento suplementario en la CMI al que conseguirían las mutaciones de gyrA por sí solas.

También se ha descrito que la disminución de la permeabilidad de la membrana citoplasmática de N. gonorrhoeae a las fluoroquinolonas podría contribuir a conseguir bajos niveles de resistencia a estos compuestos.

Una cuestión no bien resuelta hasta el momento es la determinación del peso de las mutaciones y la recombinación en la aparición y dispersión de la resistencia a las fluoroquinolonas en distintos clones de N. gonorrhoeae . La transferencia de mutaciones de gyrA y parC entre cepas de N. gonorrhoeae ha sido demostrada in vitro.

Neisseria meningitidis tiene la capacidad de adquirir resistencia a antimicrobianos por mecanismos ya desarrollados previamente en gonococos. Las quinolonas, y particularmente ciprofloxacina, son una opción para quimioprofilaxis de la enfermedad meningocócica, y aunque las cepas son homogéneamente susceptibles a este antimicrobiano, ya se han descrito aislamientos, uno de nasofaringe de un portador asintomático, y otro de sangre y líquido cefalorraquídeo (LCR) de un paciente con enfermedad meningocócica, con susceptibilidad intermedia a ciprofloxacina (CMI de 0,25 μ g/ml). Sólo una vigilancia continuada podrá ayudar a comprender la importancia real de este hallazgo, así como su relación exacta con la resistencia a quinolonas en las cepas de N. gonorrhoeae.

 

 

 Resultados del antibiograma e implicancia terapeutica en Enterobacterias. 

Resistencia a ácido nalidíxico y sensibilidad a ciprofloxacina.

Presumiblemente presentan ya una mutación en gyrA, por lo que es importante informar el riesgo de seleccionar mutantes con resistencia a fluoroquinolonas tras tratamiento con las mismas en este tipo de cepas. No obstante, debe tenerse en cuenta también el tipo de infección, así en infecciones urinarias parece poco probable el fracaso terapéutico debido a que estos antimicrobianos alcanzan altas concentraciones en la orina.

Por ello si se obtienen aislamientos con resistencia al NAL pero sensibles a CIP en urocultivos, se informa sensibilidad a esta última pero se incluye al pié del informe una aclaración para el médico: “Sensibilidad disminuida a CIP, probable éxito de tratamiento en infección urinaria baja no complicada de la comunidad”.

Para infecciones no urinarias en Enterobacterias con halos de inhibición de NAL ≤ 13 mm informar sensibilidad disminuida a ciprofloxacina. Si se tratase de un aislamiento de Salmonella spp. extraintestinal agregar además el comentario “Posible falla de tratamiento” con fluoroquinolonas.

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Resistencia a ácido nalidíxico  y sensibilidad intermedia o resistencia a ciprofloxacina.

Muy probablemente son aislados con al menos 2 mutaciones en gyrA o gyrA+parC. Ello implica probablemente resistencia a todas las fluoroquinolonas, independientemente de su posible sensibilidad in vitro a alguna de ellas. La resistencia a una fluoroquinolona conlleva generalmente una sensibilidad disminuida al resto de las fluoroquinolonas.

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Sensibilidad disminuida ó intermedia al ácido nalidíxico (Nal >14 mm) y sensibilidad ciprofloxacina (Cip < 27 mm)

Este fenotipo sugiere con alta probabilidad la presencia de genes qnr y/o de otros genes plasmídicos, como presencia de aac(6’)-Ib-cr , sin alteraciones adicionales en las topoisomerasas. No hay consenso al respecto, pero debido al riesgo de selección de mutantes con alto nivel de resistencia, se recomienda informar sensibilidad disminuida a fluorquinolonas.

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Fuentes de información:

  • Detección fenotípica de mecanismos de resistencia en gramnegativos. Jorge Calvo. SEIMC
  • Protocolo WHONET-Argentina 2011.
  • Implicación de diversos mecanismos de resistencia a quinolonas en bacilos Gram-negativos: Diseño de una nueva fluoroquinolona. Javier Sánchez Céspedes. Barcelona 2008.
  • Neisseria gonorrhoeae resistente a quinolonas: un nuevo problema de salud pública en España. Luis Oteroa. Enf Infecc Microbiol Clin 2002;20(3):123-6
  • Onodera Y, Okuda J, Tanaka M, Sato K. Inhibitory activities of quinolones against DNA gyrase and topoisomerase IV of Enterococcus faecalis. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46: 1800-4.
  • Quinolonas. Carmine Pascuzzo Lima (http://bibmed.ucla.edu.ve/edocs_bmucla/MaterialDidactico/farmacologia/quinolonas.pdf)

 

M. Cifarelli

M. Cifarelli

Es Bioquimico de la Universidad Nacional del Sur (Bahia Blanca). Matricula Nacional: 10278.
Realizo la Residencia en Bioquímica Clínica en el Hospital de Clínicas – UBA. Contacto: mdcifarelli@gmail.com

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